肝-腎類器官串聯共培養進行藥物測試

Repeated dose multi-drug testing using a microfluidic chip-based coculture of human liver and kidney proximal tubules equivalents

翻譯整理：北京佰司特科技有限責任公司

多器官微流控串聯芯片可模擬組織類器官培養的微環境，實現類器官之間的串聯培養并減少物種間的差異，所以該技術成為一種前景廣闊的臨床前藥物篩選的*工具。中國食品藥品檢定研究院，安全評價研究所（國家藥物安全評價監測中心），首都醫科大學基礎醫學院、北京市藥品檢驗研究院、德國柏林工業大學聯合德國TissUse GmbH公司的科學家一起合作，建立了一個基于微流控芯片的類器官模型，可以串聯肝臟和腎臟類器官，共同培養16天。同時，對單獨給藥環孢素A（CsA））或聯合利福平給藥，進行了為期14天的重復劑量的全身給藥。比較兩種不同劑量的CsA對不同靶器官的毒性特征，與連續14天使用csA治療相比，從第6天開始聯合利福平用藥會降低CsA濃度并減輕毒性。肝臟和腎臟類器官在類器官芯片上的串聯共培養，顯示了其作為藥物開發臨床前階段重復劑量多種藥物毒性篩選的有效轉化工具的潛力。

藥物引起的腎毒性和肝毒性與嚴重的發病率和死亡率有關。腎臟在維持電解質平衡以及處理過濾、分泌和重吸收方面發揮著關鍵作用。腎近曲小管通過主動運輸（重吸收或分泌）清除外源性物質，這得益于表達功能性轉運蛋白的近端小管上皮細胞的強極化。肝臟控制著外源性物質的代謝，而腎臟則負責將其排出體外。外源性物質的血漿濃度和生物利用度會通過肝臟的毒性/解毒作用發生改變，從而導致腎臟毒性的改變。因此。腎近曲小管和肝臟是毒性化合物的主要靶點。目前用于證明藥物腎毒性和肝毒性的臨床前模型包括體外和體內模型。然而，動物模型由于培育時間長和動物倫理問題存在局限性，在靜態條件下的傳統細胞培養方法無法模擬類似體內的微環境。

為了支持ToxCast/Tox21計劃，需要發掘更多的高通量毒性評估預測方法。人體器官芯片技術的發展克服了當前臨床前模型的缺陷，并支持3R原則（即替代、減少和優化動物使用）。目前的類器官串聯芯片集成了微流泵和類器官培養部分，使得液體與組織的比例與人體中的相似。肝-腎串聯芯片滿足體系中營養物、化合物及類器官代謝物的分布和交換，因此兩種類器官之間的交流通訊得以保證。

圖1、微流控肝腎二器官串聯芯片。（A）裝置的放大圖，包括容納兩個微流道的PDMS芯片。（B）紅色粗體箭頭表示微流道內的液體流動方向，以及在MOC中共同培養肝臟、腎臟類器官的實驗設置。（C）16天共培養的示意圖，包括2天的適應期和14天的重復給藥，每天交換培養基，第1、7和14天收集上清，第0和14天收集細胞樣本。

平衡穩態確保可以觀察到肝臟和/或腎臟損傷的不同階段。此外，人類腎近端小管細胞可以形成一個完整的屏障，并表達對藥物誘導的腎損傷和藥物相互作用至關重要的功能性酶和轉運蛋白。共培養的肝臟類器官表達了肝特異性標記、人類酶和轉運蛋白，其水平與2D細胞培養相當甚至更高，并至少維持了28天。

環孢素A（CsA）是一種具有腎、肝毒性作用的免疫抑制劑，被用作模型藥物來刺激基于芯片的肝腎共培養系統。為了進一步評估二聯器官芯片（2-OC）上的藥物代謝和毒性，我們使用了CsA和利福平（RFP，一種肝酶和轉運體誘導劑）的聯合給藥。關于CsA的藥理學、藥代動力學和毒性的研究結果表明，不同物種之間存在很大差異，尤其是在代謝特征方面。因此，根據臨床試驗中使用的劑量，將兩種不同的CsA劑量（無毒/有毒劑量）和RFP治療劑量應用于二連器官串聯芯片。

據我們所知，這是SHOUCI有研究表明基于微流控芯片的肝-腎類器官串聯共培養模型可用于連續14天重復單獨或聯合給藥的毒性研究。肝-腎類器官芯片可有效模擬藥物在人體內的相互作用過程及其對毒性的影響。研究結果表明，肝-腎類器官串聯共培養芯片有望結合形態學、組織病理學、分子生物學、藥物代謝和無創毒性生物標志物的檢測，闡明藥物相互作用、代謝和毒性。

結果

我們設計了一個可容納兩個相同微流路的二聯器官芯片，每個回路將腎近端小管屏障與臟類器官串聯，用于后續的共培養。（圖1 A / B ）。

腎近曲小管屏障的特征、完整性和功能：RPTEC/TERT1細胞在transwell上貼壁培養，分化并形成了完整的單細胞層（圖2A）。免疫熒光染色結果表明RPTEC/TERT1細胞清晰地顯示了泛上皮標記物CK8/18（圖2B，C）。通過對乙酰化微管蛋白的染色觀察到了初級纖毛的形成（圖2D）。圖2E和圖2F分別顯示了MRP-2和Na+-K+-ATPase的定位，這些是功能性極化單層RPTEC的指標。ZO-1（圖2G）和Claudin-10（圖2H）在細胞邊界的表達證實了鄰近RPTEC/TERT1細胞之間形成了緊密連接，并表明了適當的細胞極化以及屏障的完整性。Ki67的陽性染色（圖2I）顯示了增殖的細胞。

在圖2J-L中展示了在2-OCs中16天培養期間，功能性轉運蛋白MRP-2、P-gp和Ki67的RT-qPCR分析結果，用作基因表達變化的對照。

圖2、腎近端小管屏障的特征。 （A） Transwell上形成腎近端小管單層細胞。 （B） CK8/18（綠色） （C） CK8/18（綠色），橫截面 （D） 乙?；⒐艿鞍祝ňG色） （E） MRP-2（紅色） （F） 鈉鉀ATP酶（紅色） （G） ZO-1（紅色） （H） Claudin-10（紅色） （I） Ki67（紅色）。 細胞核用DAPI（藍色）染色。 比例尺：B、D和E：100μm；C、F、G、H和I：50μm。 對（J） MRP-2 （K） P-gp （L） Ki67的基因表達進行qRT-PCR分析。數據為平均值 ± 標準誤差，實驗進行了三次重復。

肝的特征和功能：HepaRG細胞的形態和分化、肝球的形成、免疫熒光染色以及肝臟功能酶和轉運體的RT-PCR分析見附錄。圖1.結果表明，微流控多器官串聯芯片中的肝球體具有長期維持和可重復分化的特點，細胞增殖、分化和凋亡之間達到了平衡，從而實現了肝球體的生理平衡。

二器官串聯芯片培養16天的表現：腎臟類器官（代表排泄系統）和微流道通路（代替血液循環）中的LDH水平的檢測結果表明（圖3A）二器官芯片中的排泄系統和血液循環中的LDH產生水平保持穩定，這表明在整個16天的共培養過程中，不同培養腔內的細胞發生了人為但穩定的生理更替。

在16天的共培養期間，兩種培養基中的葡萄糖水平測量結果總結在圖3B中。微流道通路和培養腔的葡萄糖濃度嚴格維持在2.5 mM至6mM之間，以確保為二聯器官芯片提供足夠的能量。近端小管腔內的葡萄糖水平比初始培養基中的17.5 mM降低了大約三倍。微流道循環中的葡萄糖濃度持續下降到初始11.1 mM的50%，這在正常血糖的范圍內。這些發現表明，在16天的肝-腎串聯共培養期間，二聯器官芯片建立了一個非常穩定的葡萄糖平衡。

圖3、16天內肝腎類器官共培養系統的表現。（A）2-OC系統中的系統組織活力由微流道通路（紅色）和近端小管腔（黃色）乳酸脫氫酶（LDH）產量表示。（B）2-OC中的流道通路（紅色）和近端小管腔內（黃色）的葡萄糖濃度平衡。虛線代表每天加入肝臟部位（紅色）和近端小管腔內（黃色）的培養基的初始葡萄糖濃度。（C）通過測量循環培養基中的乳酸產量和葡萄糖消耗來衡量共培養的代謝活性。

我們利用微流道通路中的葡萄糖消耗量和乳酸生成量，作為評價共培養系統代謝活動的指標（圖3C）。2-OC系統的新陳代謝活動呈現雙相曲線，在前兩天未給藥的情況下，新陳代謝活動持續下降，而從第零天開始，新陳代謝活動進入穩定狀態，略有波動。微流道通路中乳酸生成量的輕微下降可能表明肝球和近端小管屏障之間存在條件效應。

細胞活力和代謝曲線都證明，2-OC系統可以同時、連續培養肝、腎類器官16天，同時保持其活力和特征功能。以重復性高，穩定性強的方式建立微流控連接的串聯共培養系統有利于在后續實驗中應用這些物質。

基于芯片的肝-腎類器官串聯培養系統十四天重復劑量藥物暴露模型：用CsA或CsA結合RFP處理基于芯片的肝-腎串聯共培養模型，以觀察在不同程度的毒性威脅下器官之間的相互作用。在給藥第一天（第1天）和最后一天（第14天）以及聯合給藥第一天（第7天）之后的24小時，取樣檢測肝類器官代謝后的CsA（圖4A）或RFP（圖4B）濃度。如圖4C所示，在第1天、第7天和第14天給藥后24小時，隨著劑量水平從5uM增加到20 uM肝類器官在微流道通路的CsA暴露增加。連續給藥七天后24小時的CsA水平低于第一次和最后一次給藥后的水平。在第一次和最后一次聯合給藥后，當20 uMCsA與25uM RFP全身聯合給藥時，微流道通路中的CsA濃度下降。同時給藥RFP8天后，有RFP或無RFP循環之間CsA濃度的降低有所減弱。同時，每天聯合給藥8天后，RFP的濃度增加（圖4D），表明RFP在微流道通路積累。為了評估毒性物質對肝、腎類器官的影響，我們檢查了乳酸脫氫酶（LDH）的釋放。LDH作為評估體外腎毒性的可靠生物標志物，我們在兩種培養基中進行了測定。在第1天、第7天和第14天，隨著環孢素A（CsA）濃度的增加，微流道通路中的LDH濃度逐漸增加（圖 5A）。連續8天聯合給藥25uM RFP后，全身給藥20uM CsA的血路中LDH水平下降，這與微流道通路中的CsA濃度一致。然而，SHOU CI 聯合給藥后未觀察到這種下降（圖5A）。在實驗終點，聯合給藥組的p53基因表達比未處理的對照組增加了1.5倍，而Ki67的表達沒有變化（圖5B，C）。然而，排泄腔中的LDH釋放量顯示出急劇但不顯著的增加（圖5H）。SHOU CI 聯合給藥后，與未處理的對照組相比，第7天的IDH水平繼續升高（圖5H）。然而，在同時使用RFP8天后，可以觀察到LDH水平急劇下降（圖5H）。此外，與對照細胞相比，用高劑量CsA處理14天的腎類器官中p53基因的表達量增加了2.3倍（圖5I，J）。同時用CsA和RFP處理的腎類器官中，Ki67基因的表達量增加了2.7倍，而在實驗終點，低劑量組和高劑量組的Ki67表達量都顯著下降（圖5I，J）。如圖5D-G所示，TUNEL/Ki67/DAPT三重染色顯示CsA暴露增加了細胞死亡，而在CsA與RFP聯用的肝海綿體中可以觀察到細胞死亡的緩解。通過 Ki67陽性染色觀察到的增殖細胞均勻地分布在肝球中，并保持在芯片中，不同處理組之間沒有顯著變化（圖5D-G）。

常規和新型非侵入性毒性生物標志物的蛋白質表達：為了探索MOC平臺在早期檢測和診斷器官特異性毒性方面的進一步應用，我們檢測了已被批準用于臨床實踐的常規和新型生物標志物，以確定本實驗中的藥物誘導的肝臟和腎臟損傷。生物標志物水平變化的觀察結果列于補充表3中。

圖4、每日給藥或聯合給藥后CsA和RFP的濃度測定以及2-OC中肝-腎類器官的代謝。（A）循環介質中CsA的質譜。箭頭表示CsA的特征峰。（B）循環培養基中RFP的質譜。箭頭表示RFP的特征峰。（C）每天重復給藥，聯合給藥后循環介質中CsA的濃度，以及第1、7和14天在2-OC中肝-腎類器官的代謝情況。（D）每天重復聯合給藥后循環介質中RFP的濃度，以及第7和14天在2-OC中肝-腎類器官的代謝情況。實驗分別在對照組和低劑量組進行了三次重復，而在高劑量組和聯合給藥組進行了四次重復。* （#） 或 **（##） 分別表示 p 值小于0.05 或0.01 的顯著性差異。* 或 # 分別表示與相應對照組或聯合給藥組與高劑量組比較的差異。

微流道通路中的生物標志物（圖6），肝酶AST呈劑量依賴性升高，聯合用藥組的AST水平在終點而非RFPSHOU CI 用藥后出現下降。ALP在CsA治療后升高，僅在第14天有顯著變化，而在20uM CsA給藥時，同時使用RFP會降低ALP水平。只有在RFP后階段才能觀察到TBiI的顯著增加。微流道通路中葡萄糖的下降呈劑量依賴性，這些分子在第7天的高劑量組和第14天的兩個治療組中都達到了有統計學意義的水平。同時使用20 uM CsA和RFP治療后，在聯合給藥階段，代用血回路中的葡萄糖濃度升高。代用血中的腎毒性生物標志物CRE和UREA在第1天有所增加，但在第7天和第14天未觀察到與藥物有關的變化。AB、GGT和Lac的水平未發現與CsA相關的變化。

在排泄系統中的生物標志物：在排泄介質中（見圖7），GGT（γ-谷氨酰轉移酶）水平在第一天顯示出劑量依賴性增加。然而，在連續七次CsA治療后，高劑量組的GGT水平明顯下降，第14天也觀察到了類似的效果。與RFP的同時治療在第7天和第14天并未導致GGT水平降低。所有治療組的近端小管屏障部分也是如此。

圖5、在肝-腎類器官串聯芯片中每日單獨或同時使用CsA14天的毒性概況。（A）第1、7和14天代用血液培養基中的LDH活性。qRT-PCR分析實驗終點時肝臟球體內（B）p53（C）Ki6基因的表達。實驗結束時，（D）對照組、（E）低劑量組、（F）高劑量組和（G）聯合用藥組肝球形細胞的TUNEL/Ki67（綠色/紅色）染色。（H）第1、7和14天排泄介質中的LDH活性。實驗終點時，近端小管屏障中（I） p53和（J）Ki67基因表達的qRT-PCR分析。數據為平均值主±標準差，實驗分別在對照組和低劑量組進行了三次重復，而在高劑量組和聯合給藥組進行了四次重復。* （#） 或 ** （##） 分別表示 p 值小于 0.05 或 0.01 的顯著性差異。* 或 # 分別表示與相應對照組或聯合給藥組與高劑量組比較的差異。

隨著CsA劑量的增加，尿液中的NAG酶也會分泌。CsA和RFP對排泄池中ALP的影響相似。在CsA作用下，葡萄糖呈劑量依賴性下降，聯合用藥組的葡萄糖水平低于CsA治療組。CsA治療后Lac濃度明顯升高，而RFP減輕了CsA對Lac分泌的影響。

圖6、在肝-腎串聯培養芯片中每天單獨或同時使用CsA 14天后，微流道通路中無創毒性生物標志物的蛋白質表達。蛋白水平（A）AST（B）ALP（C） TBiL（D）Glucose（E） CRE（F）UREA（G）AIB（H）CGT（I）第1、7和14天循環介質中的乳酸鹽。數據為平均值主±標準差，實驗分別在對照組和低劑量組進行了三次重復，而在高劑量組和聯合給藥組進行了四次重復。* （#） 或 ** （##） 分別表示 p 值小于 0.05 或 0.01 的顯著性差異。* 或 # 分別表示與相應對照組或聯合給藥組與高劑量組比較的差異。
   KIM-1是腎臟特異性生物標志物，已通過監管機構的正式鑒定，在整個研究期間呈劑量依賴性升高，CsA介導的KM-1升高隨時間推移而減弱，同時服用RFP時也是如此。排泄介質中的CysC和ColIⅣ水平也出現了類似的結果。但在RFP后階段，RFP會增強ColIⅣ的作用。CsA治療后，Clu和NGAL的濃度明顯升高，而RFP明顯降低了Clu和NGAL的水平。此外，在研究的中期階段，這兩種生物標志物的分泌水平達到了ZUI 高水平，使用RFP后的降低幅度也最大。在實驗期間，OA的分泌水平是持續的，高劑量組的OA水平維持在較高水平。聯合給藥組的OA降低呈延遲顯著性。同樣，用20uM CsA處理后，IP-10有所增加，而RFP則在第14天使IP-10略有下降。CsA誘導的GST-a和白蛋白水平的劑量依賴性增加僅在第1天才能觀察到。CsA增強了FABP-1，而同時使用RFP產生的降低直到后期（第14天）才被觀察到，而REN和a1-MG在第7天和第14天發生了類似的藥物誘導變化。在第1天，CsA可引起OPN的增加，但與劑量無關，而在第7天，OPN的增加與劑量有關。雖然CsA對OPN的影響在第14天消失了，但RFP誘導的OPN明顯降低在RFP后階段得以保持。TIMP-1在第1天顯示出劑量依賴性的顯著增加。然而，CsA對TIMP-1的影響在第7天和第14天逆轉。在RFP后階段，CsA對TIMP-1水平的增加有不同程度的減弱。使用CsA或同時使用RFP治療后，EGF會出現劑量依賴性下降。在CAIB和TFF-3中未觀察到與藥物相關的變化（數據未顯示）。

圖7、在肝-腎串聯培養芯片中每天單獨或同時使用CsA 14天后，排泄腔中非侵入性毒性生物標志物的蛋白質表達。（A）CGT （B） ALP（C）NAG（D）葡萄糖（E）乳酸鹽（F）KIM-1（G）胱抑素C的蛋白質水平（H）膠原Ⅳ（I）凝集素（J）NGAL （K）骨活素（L）IP-10（M）GST-a（N）白蛋白（O）FABP-1（P）腎素（Q）α1-微球蛋白（R）骨素（S）TIMP-1（T）第1天、第7天和第8天排泄培養基中的表皮生長因子14。數據為平均值±SEM，實驗分別在對照組和低劑量組進行了三次重復，而在高劑量組和聯合給藥組進行了四次重復。* （#） 或 ** （##） 分別表示 p 值小于 0.05 或 0.01 的顯著性差異。* 或 # 分別表示與相應對照組或聯合給藥組與高劑量組比較的差異。

代謝酶和轉運體基因表達的變化：在本研究中，我們進一步研究了在兩個類器官中表達的功能酶和轉運體及其在解毒或毒化過程中的作用（圖8）。實驗結束時，同時使用RFP會顯著誘導肝臟、腎臟類器官中MRP-2的表達。與RFP同時給藥后，肝球體中Pgp基因的表達略有增加。相比之下，RPTEC/TERT1細胞中的P-gp基因表達可以通過連續使用環孢素A （CsA） 顯著誘導，而在聯合給藥組中，P-gp基因的誘導則無法觀察到。

圖8、在肝-腎串聯共培養芯片中每天單獨或同時使用RFP 14天后，代謝酶和轉運體在肝球和近端小管屏障中的基因表達。實驗結束時，肝臟（A）MRP-2（C） Pgp （E）CYP3A4 （F）BSEP和腎內（B）MRP-2（D）P-gp的mRNA表達量與對照組相比的折疊變化。數據為平均值± 標準差，實驗分別在對照組和低劑量組進行了三次重復，而在高劑量組和聯合給藥組進行了四次重復。* （#） 或 ** （##） 分別表示 p 值小于 0.05 或 0.01 的顯著性差異。* 或 # 分別表示與相應對照組或聯合給藥組與高劑量組比較的差異。

在CsA處理組中，觀察到CYP3A4和BSEP的表達有統計學意義和劑量依賴性的下降。CsA對BSEP的抑制作用因同時給予RHP而略有減弱，而CsA組和同時治療組之間的CYP3A4則無明顯差異。

討論

最新研究表明，類器官芯片技術可重建三維（3D）微環境，模擬人體器官和組織的結構、力學、生理和代謝特性。例如，利用三維技術建立的肝類器官模型顯示出增強的肝功能，特別是當非實質細胞被整合進類器官時。我們已經開發出了聚集穩定且重復的肝類器官分化方案，其中包括分化的HepaRG（實質）和HHSteC（非實質）細胞，并能夠再現肝小葉結構，即肝臟的功能單位。HepaRG細胞系被用作體外模型來預測藥物對人體細胞色素P450 （P450）酶的誘導作用。此外，模擬圍繞肝類器官的流體剪切應力和間質壓力有助于在芯片中長時間維持基于蛋白質和氧梯度的穩定微環境。而且，包括ZO-1和Claudin-10在內的相關蛋白的表達，表明在整個共培養過程中，近曲小管細胞屏障的緊密連接組裝和細胞極性得到了保持。

長期以來，血清中的肌酐（CRE）和尿素（UREA）的測量已被用于診斷CsA引起的腎毒性；然而，如本研究所觀察到的，這些生物標志物在長時間內不顯示分泌，因此不敏感且不足。人類RPTEC/TERT1細胞系被證明能夠極化形成緊密的單層，并表達特定組織的酶和轉運蛋白較長時間，因此已被建立為藥物安全評估的體外模型。現有的基于芯片的肝臟-近曲小管共培養模型復制了兩個器官和室間的長期生理和分子通信。芯片中共培養的近曲小管屏障等價物表達了若干生物標志物，如KIM-1、CLU、OA和NGAL，用于長時間的毒性評估，模擬體內對腎毒性暴露的反應。FDA和EMEA已批準了八種非侵入性腎損傷生物標志物，這些標志物在體內已被充分描述，并且能在動物或人類的尿液或血液中檢測到。在這八種合格的生物標志物中，KIM-1、白蛋白、Clu和TFF-3被認為是與急性腎小管變性相關的標志物。

與先前研究一致，對急性CsA誘導的腎毒性有反應的其余標記物，包括排泄介質中的GST-α、NGAL、OPN、GGT、NAG和TIMP-1，以及代用血中的CRE和UREA，可以被分類為腎小管功能損傷的生物標志物。研究顯示，與急性腎小管上皮損傷（包括CsA引起的損傷和體內小管間質纖維化）相關的OA上調。OA的劑量依賴性增加支持了將OA分類為早期近曲小管損傷的敏感生物標志物的結論。主要在肝臟產生的尿液α1-MG在小管和腎小球損傷時都可能升高。肝特異性的FABP（即FABP-1）在近曲小管中表達。這些分子都是急性和尤其是慢性腎小管損傷的生物標志物，因此，這些發現可以部分解釋治療晚期才觀察到的FABP-1和α1-MG水平升高。整個研究期間，高劑量CsA上調了Col IV。此外，Col IV在腎小管基底膜中表達；因此，共給藥組中Col IV的上調表明了在第14天Ki67基因表達誘導下的腎上皮細胞再生。CALB存在于小腸中，在長期使用CsA后會在遠端腎小管中受到抑制。因此，CALB作為體外和體內腎小管損傷的生物標志物對CsA的單次和重復治療的反應與藥物無關。這是SHOU CI 報告在微流控MOC平臺上評估一系列合格和潛在的非侵入性腎毒性生物標志物，展示了MOC在早期藥物開發中進行高通量篩選的能力和優勢。
       腸道屏障和腎小球等價物將被整合到新型的MOC系統中，例如四器官芯片，以改進和優化我們的研究。一方面，需要考慮CsA的低生物利用度。CsA的低生物利用度主要是由于肝臟代謝，部分原因是腸道吸收。生物利用度的降低很可能可以通過腸道CYP450酶的誘導來解釋，這種誘導顯著大于肝臟代謝的誘導。CsA對體內腸肝循環的影響將在MOC平臺上得以模擬。
結論
       本研究評估的微流控多器官芯片平臺使得可以在16天內，通過連接的培養基回路，非接觸共培養可重復且定義明確的肝球體和腎近曲小管屏障，每種結構比其人體對應器官小100,000倍。此外，微流控設備和2-OC模型中設計的流體與組織比率支持充分的器官間通訊。最后，共培養的組織等價物表達了組織特異性的標志物、酶和轉運蛋白，并且可以通過具有肝毒性和腎毒性的CsA進行挑戰，這些毒性可以通過肝臟藥物代謝誘導劑RFP得到緩解。目前基于微流控芯片的平臺適合標準化的微組織大小和組織培養格式，可廣泛應用于藥物篩選，并且越來越多地被監管機構接受。

材料和方法

設計和制造二聯器官芯片：商業可用的微生理二聯器官芯片2-OC由兩個96孔細胞培養插件集成。2-OC的制造由TissUse GmbH按照Wagner等人的描述進行。電路中的流體流動是由根據Wu等人的修改，在芯片上的脈沖式微型泵建立的。芯片上的微型泵通過由TissUse GmbH提供的外部控制單元的壓縮空氣來驅動。

人類細胞來源：人類HepaRG細胞系和人類近曲小管細胞系RPTEC/TERT1（CRL-4031）均從ATCC（位于美國弗吉尼亞州曼納薩斯的ATCC）購買。HHSteC細胞系是從ScienCell研究實驗室（位于美國加利福尼亞州卡爾斯巴德的ScienCell）購買的。

肝臟類器官培養：HepaRG細胞在HepaRG培養基中培養（含William’s medium E，補充10%胎牛血清（FBS, Life Technologies; 澳大利亞新南威爾士州悉尼），2 mM GlutaMAX，10000 U/ml青霉素，10000 μg/ml鏈霉素，5 µg/ml人胰島素（Sigma-Aldrich, 美國圣路易斯）和5×10–5 M氫化可的松半琥珀酸鹽（中國北京的國家食品藥品監督管理局）。細胞培養基及其補充劑均從Life Technologies（美國加利福尼亞州卡爾斯巴德）購買。HepaRG細胞培養在37°C和5% CO2條件下，每隔一天更換一次培養基。通過在HepaRG培養基中培養細胞兩周以誘導HepaRG細胞分化，達到貼壁生長。然后添加含2%二甲基亞砜（DMSO; Sigma-Aldrich; 美國密蘇里州圣路易斯）的分化培養基再培養兩周。HHSteC細胞在從ScienCell研究實驗室（美國加利福尼亞州卡爾斯巴德的ScienCell）購買的星形細胞培養基中擴展。細胞在貼壁生長達到80%時收獲用于進一步共培養。

人類肝球體的形成按照Wagner等人之前的描述進行。簡單地說，每個384孔球體板孔中放置50μl含0.1×104HHSteC細胞和2.4×104 HepaRG細胞的細胞懸液（Corning Costar, 美國肯納邦克）。細胞在CO2孵化器中的搖床上培養3天，形成圓形且緊湊的球體。然后將球體轉移到超低附著力24孔板（Corning Costar, 美國肯納邦克）。收集40個球體形成一個2-OC系統的單一肝等價物。在EVOS XL Core數字倒置顯微鏡（Life Technologies, 美國加利福尼亞州卡爾斯巴德）下評估分化的HepaRG細胞的形態和肝球體的形成。

腎近曲小管屏障模型建立：RPTEC/TERT1細胞在添加了2 mM GlutaMAX、10,000 U/ml青霉素、10,000 μg/ml鏈霉素、36 ng/ml氫化可的松、5 μg/ml人胰島素、5 μg/ml轉鐵蛋白、5 ng/mlXI酸鈉（ITS 1×）、10 ng/ml人表皮生長因子（hEGF）的DMEM和Ham’s F-12 （DMEM/F12）培養基中培養。培養基和補充劑均從Life Technologies（美國加利福尼亞州卡爾斯巴德的Life Technologies）購買。氫化可的松從Sigma-Aldrich（美國圣路易斯的Sigma-Aldrich）購買。
       每個Transwell可滲透支架種植100,000個RPTEC/TERT1細胞，并允許它們在夜間附著。然后，更換上室的培養基以移除未附著的細胞。在實驗前，種植的支架在2-OC中靜態培養4天，灌流條件下培養3天。在2-OC內，將插入膜定位在培養室底部上方100 μm的位置，以確保介質在近曲小管屏障下自由通過。使用EVOS XL Core數字倒置顯微鏡（Life Technologies, 美國加利福尼亞州卡爾斯巴德的Life Technologies）監測RPTEC/TERT1的細胞形態和分化。

基于芯片的共培養：實驗使用十四個2-OC系統，共培養在500微升循環培養基中，屏障插件頂部添加100微升培養基。排泄池中的培養基每天更換。循環上清的一半被替換并收集。在16天共培養結束時，通過免疫熒光和qRT-PCR分析肝臟或近曲小管等價物的器官特異性功能標志物。芯片上的微泵設置頻率為0.8 Hz，從而產生的流速不超過9微升/分鐘。

實驗試劑：CsA（CAS號：59865-13-3）被添加到重復劑量的共培養中進行測試。RFP（CAS號：13292-46-1）與CsA同時給藥。對于儲備液，CsA和RFP（中國國家食品藥品監督管理局-北京）溶解在DMSO中，在4°C暗處儲存，使用時稀釋到最終濃度0.1%的DMSO。

藥物暴露于肝臟-腎臟共培養芯片：在三天無藥物適應性共培養后，CsA儲備液被稀釋至相應濃度的新鮮培養基中，10 µM（低劑量）和20 µM（高劑量），并每日給藥13天。在聯合給藥組中，每天給予20 µM CsA，直到第6天，然后從第6天到第13天每天同時給予20 µM CsA和25 µM RFP。含0.1% DMSO的培養基用于對照培養（見圖1C）。

共培養分析：上清樣本：細胞活力通過每日測量肝臟和近曲小管屏障隔室中的上清液的乳酸脫氫酶（LDH）活性來監測。代謝活性通過使用乳酸比色測定試劑盒（Biovision, 美國加州米爾皮塔斯）根據生產商的說明書，每日測量兩個隔室上清液中的葡萄糖和乳酸水平來檢測。在第1天、第7天和第14天，使用液相色譜-串聯質譜（LC-MS/MS）分析代用血循環中CsA和RFP的濃度，并檢測兩個隔室上清液中的毒性生物標志物。包括LDH、葡萄糖、天冬氨酸轉氨酶（AST）、堿性磷酸酶（ALP）、γ-谷氨酰轉肽酶（GGT）、N-乙酰-β-D-葡萄糖胺苷酶（NAG）、總膽紅素（TBiL）、白蛋白（ALB, 血清）、肌酐（CRE）和尿素（UREA）的生物標志物的檢測，使用日立7180自動生化分析儀（日本）進行。上述標記的試劑盒從Wako（日本）購買。骨活素（OA）、谷胱甘肽-S-轉移酶α（GST-α）、KIM-1、脂肪酸結合蛋白-1（FABP-1）、IV型膠原（Col IV）、中性粒細胞明膠酶相關脂鈣蛋白（NGAL）、集落素（Clu）、胱抑素C（Cys C）、腎素（REN）、α1-微球蛋白（α1-MG）、骨橋蛋白（OPN）、中性粒細胞明膠酶相關脂鈣蛋白（NGAL）、鈣結合蛋白（CALB）、金屬蛋白酶組織抑制劑-1（TIMP-1）、干擾素誘導蛋白-10（IP-10）、三葉因子-3（TFF-3）、表皮生長因子（EGF）和尿白蛋白的測定使用的是Merck Millipore（美國馬薩諸塞州比勒瑞卡）的MILLIPLEX MAP人類腎損傷磁珠板1和2。根據生產商的指導，這些檢測在美國德州的Luminex 200上執行。數據通過MILLIPLEX Analyst 5.1軟件（美國馬薩諸塞州比勒瑞卡）分析。

給藥前后進行組織培養分析：含RPTEC/TERT1細胞的肝球體和膜被冷凍在O.C.T.化合物中，并儲存在-80°C直至進一步分析。為了染色，切片先用-20°C的丙酮固定10分鐘或4%的PFA固定10分鐘。然后，細胞用0.05%的Triton X-100滲透處理，清洗并用10%的山羊血清封閉30分鐘，隨后用針對CYP3A4、BSEP、CK8/18、MRP-2、Na+-K+-ATP酶、P-gp、VIM、ZO-1、CLDN 10 和Ki67（所有來自Abcam，美國馬薩諸塞州劍橋）的一抗在4°C過夜或常溫下孵育2小時，或使用乙?；⒐艿鞍祝▉碜許igma-Aldrich, 美國密蘇里州圣路易斯）孵育。之后，切片清洗三次，繼續與熒光標記的二抗在常溫下孵育1小時。核用DAPI（Sigma-Aldrich, 美國密蘇里州圣路易斯）進行染色。
       增殖和凋亡通過TUNEL/Ki67的免疫熒光染色進行分析。簡而言之，切片使用TUNEL技術（ApopTag1 過氧化物酶原位凋亡檢測套裝，Merck Millipore, 德國達姆施塔特）按照生產商的指導進行染色。核用DAPI進行對染。所有的免疫熒光圖像均使用尼康Eclipse 80i數字熒光顯微鏡（日本東京）和奧林巴斯IX 71倒置顯微鏡（日本東京）配合Image-Pro Plus軟件（版本6.0, Media Cybernetics Inc., 美國馬里蘭）獲取。
        肝球體和近曲小管細胞中的總RNA使用RNeasy@ Micro Kit（Qiagen, 德國杜塞爾多夫）提取。cDNA合成使用FastQuant RT Kit（含gDNase）（Tiangen Biotech; 中國北京）。qRT-PCR擴增在Line Gene 9620模型FQD-96A（Bioer）上進行，使用SYBR Green檢測（Tiangen Biotech; 中國北京）。程序根據套件的生產商指導書及設備中包含的軟件執行。數據分析使用軟件版本2.0.6進行。mRNA水平的變化通過2-ΔΔCT方法確定。引物由Sangon Biotech（中國北京）購買。TBP和β-actin是肝球體和近曲小管屏障的內參基因。目標基因的引物序列在補充材料表1中顯示。

統計分析：統計評估使用GraphPad Prism（版本6.0，美國加州圣地亞哥）和SPSS（版本17.0；IBM，美國紐約阿蒙克）進行。P值通過單向方差分析后，學生t檢驗計算得出。所有實驗均進行了三次重復（對照組和低劑量組）或四次重復（高劑量和聯合給藥組）。除非另有說明，所有數據均以均值 ± 標準誤差呈現。

Received: 18 November 2019; Accepted: 15 April 2020

Published: 1 June 2020